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Einfluss von myokardialer Hypertrophie und neurohumoraler Faktoren auf das Kontraktionsverhalten isolierter ventrikulärer Herzmuskelzellen

von Dr. Hüdayi Korkusuz

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Statistik und Sichtungsnachweis dieser Seite findet sich am Artikelende
[1.] Hk/Fragment 012 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2013-04-26 19:46:37 Guckar
Fragment, Gesichtet, Hk, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Soltanpour 2004, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Graf Isolan
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 12, Zeilen: 1-22, 26-31
Quelle: Soltanpour 2004
Seite(n): 16, 17, 18, Zeilen: 16: 29-30; 17: 1-29; 18: 1-2
[Hierfür wurden hohe Reagenzgläser bis zur Hälfte] mit dem KRB-Puffer + 4 % Albumin + 1 mmol/l CaCl2 gefüllt und die Zellsuspension mit einer gebogenen Pasteurpipette vorsichtig überschichtet. Zur beschleunigten Sedimentation wurden diese Reagenzgläser bei 300 Upm für 30 Sekunden zentrifugiert (Sigma 4K-1; Sigma, Taufkirchen). Dabei wanderten Aggregate aus vorwiegend intakten Zellen auf den Boden der Reagenzgläser und bildeten dort ein lockeres Sediment.

Das zu ca. 80 % aus intakten stabförmigen Zellen bestehende Sediment wurde für Kurzzeitkulturen in modifiziertem Kulturmedium 199 (CCT-Medium) resuspendiert.

35 mm-Gewebekulturschalen (Falcon Nr. 3004) wurden am Vorabend mit 1,0-1,5 ml modifiziertem Kulturmedium 199 [ CCT plus 4 % (v/v) FCS ] beschichtet und über Nacht bei 37 °C im Brutschrank (Cytoperm, Heraeus, Ostrode/Harz) vorinkubiert. Diese 15 bis 20-stündige Vorinkubation der Kulturschalen war für eine effektive Anheftung der Zellen nach der Präparation notwendig. Unmittelbar vor dem Ausplattieren der im Kulturmedium resuspendierten isolierten Zellen wurde das alte Inkubationsmedium von den Kulturschalen abgesaugt. Pro 35 mm-Schale wurden dann jeweils 1 ml der Zellsuspension ausplattiert und für 2 Stunden im Brutschrank inkubiert. Diese Kurzzeitkultur im CCT-Medium bewirkte eine energetische Erholung der Zellen nach der Präparation. Während der 2-stündigen Kurzzeitkultur werden die intakten Myozyten zusätzlich aufgereinigt. Im Gegensatz zu den geschädigten und lysierten Zellen sedimentieren die stäbchenförmigen, intakten Myozyten und heften sich am Boden der vorinkubierten Plastik-Kulturschale an. Die runden und isolierten Zellen flotieren im überstehenden Medium und konnten somit zu Versuchsbeginn abgesaugt werden. Nach dem Waschen der Zellen wurden diese über Nacht mit unterschiedlichen Reagenzien inkubiert (siehe Versuchsprotokolle im Ergebnisteil).

Die Mäuseherzen wurden entsprechend der kleineren Größe mit geringerem Volumen pro Minute mit den Puffer- und Kollagenaselösungen perfundiert. Die Vorinkubation der Gewebekulturschalen erfolgte bei den Mäusemyozyten mit Laminin.

3.2 Messung von Myokardzell-Kontraktion im elektrischen Feld

3.2.1 Probenvorbereitung

Bei der Messung von Myokardzell-Kontraktion wurde mit Übernachtkulturen von isolierten Kardiomyozyten gearbeitet. Nach einer Inkubationszeit von 20 Stunden (mit unterschiedlichen Reagenzien, siehe Kapitel 4) wurden bei den Myozyten die Kontraktionsparameter entweder ohne weitere Zugabe von Reagenzien oder unter Zugabe von [Isoprenalin zur Stimulation der β-adrenergen Rezeptoren oder unter Anlegen einer äußeren Last durch Kontraktion in hoch viskösem Medium gemessen.]

[Seite 16, Zeilen 29-30]

Hierfür wurden vier hohe Reagenzgläser bis zur Hälfte mit dem KRB-Puffer + 4% Albumin + 1 mM CaCl2 gefüllt und die Zellsuspension mit einer

[Seite 17, Zeilen 1-29]

gebogenen Pasteurpipette vorsichtig überschichtet. Zur beschleunigten Sedimentation wurden diese Reagenzgläser bei 300 Upm für 30 Sekunden zentrifugiert (Sigma 4K-1; Sigma, Taufkirchen). Dabei wanderten Aggregate aus vorwiegend intakten Zellen auf den Boden der Reagenzgläser und bildeten dort ein lockeres Sediment. Das zu ca. 80% aus intakten stabförmigen Zellen bestehende Sediment wurde für die Kurzzeitkultur in modifiziertem Kulturmedium 199 (CCT-Medium) resuspendiert.

35 mm-Gewebekulturschalen (Falcon Nr. 3004) wurden am Vorabend mit 1,0-1,5 ml modifiziertem Kulturmedium 199 [CCT plus 4 % (v/v) FCS] beschichtet und über Nacht bei 37°C im Brutschrank (Cytoperm, Heraeus, Osterode/Harz) vorinkubiert. Diese 15 bis 20-stündige Vorinkubation der Kulturschalen war für eine effektive Anheftung der Zellen nach der Präparation notwendig. Unmittelbar vor dem Ausplattieren der im Kulturmedium resuspendierten isolierten Zellen, wurde das alte Inkubationsmedium von den Kulturschalen abgesaugt. Pro 35 mm-Schale wurden dann jeweils 1 ml der Zellsuspension ausplattiert und für 2 Stunden im Brutschrank inkubiert. Diese Kurzzeitkultur im CCT-Medium bewirkte eine energetische Erholung der Zellen nach der Präparation. Während der 2-stündigen Kurzzeitkultur werden die intakten Myozyten zusätzlich aufgereinigt. Im Gegensatz zu den geschädigten und lysierten Zellen sedimentieren die stäbchenförmigen, intakten Myozyten und heften sich am Boden der vorinkubierten Plastik-Kulturschale an. Die runden und isolierten Zellen flotierten im überstehenden Medium und konnten somit zu Versuchsbeginn abgesaugt werden. Nach dem Waschen der Zellen wurden diese über Nacht mit unterschiedlichen Reagenzien inkubiert (siehe Versuchsprotokolle im Ergebnisteil).

3.2. Messung von Myokardzell-Kontraktionen im elektrischen Feld

3.2.1. Probenvorbereitung

Bei der Messung von Myokardzell-Kontraktionen wurde mit Übernachtkulturen von isolierten Kardiomyozyten gearbeitet. Nach einer Inkubationszeit von 20 Stunden (mit unterschiedlichen Reagenzien, siehe unter Kapitel 4) wurden bei den Myozyten die Kontraktionsparameter entweder ohne weitere Zugabe von Reagenzien oder unter

[Seite 18, Zeilen 1-2]

Zugabe von Isoprenalin zur Stimulation der β-adrenergen Rezeptoren oder unter Anlegen einer äußeren Last durch Kontraktion in hoch viskösem Medium gemessen.

Anmerkungen

Zwei eigene Sätze eingefügt; sonst im Wortlaut fast identisch; ungekennzeichnet.

Sichter
(Graf Isolan), Agrippina1, Guckar


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