16 ungesichtete Fragmente: "verdächtig" oder "Keine Wertung"
| [1.] Jis/Fragment 036 01 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 23. November 2014, 11:06 Plagin Hood | Brand 2002, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 36, Zeilen: 1-26 |
Quelle: Brand 2002 Seite(n): 29-30, Zeilen: S. 29: 9ff.; S. 30: 1ff. |
|---|---|
| Durch zyklische Wiederholungen des Denaturierungs-, Hybridisierungs- und Polymerisierungsschrittes wird eine exponentielle Amplifikation des DNA-Abschnittes erzielt. Die Reaktionsansätze umfaßten ein Volumen von 50 μl und setzten sich folgendermaßen zusammen:
Template-DNA (1–200 ng) x μl Sense Oligonukleotide (0,01 pmol/μl-100 pmol/μl) 1 μl Antisense Oligonukleotide (0,01 pmol/μl-100 pmol/μl) 1 μl dNTP (2,5 mM pro dNTP) 2 μl Magnesiumchlorid (10 mM) 1-3 μl 10x PCR Puffer5 μl Taq-DNA-Polymerase 0.2-1 μl Die PCR-Reaktionen wurden in einem Thermoblock nach folgendem Basisprogramm durchgeführt: 1 Denaturierung 94 °C 120 sec 2 Denaturierung 94 °C 30 sec 3 Primeranlagerung 55 °C 45 sec 4 Kettenverlängerung 72 °C 60 sec 5 2. - 4. 20-35 Zyklen 6 Kettenverlängerung 72 °C 300 sec 7 Abbruch 15°C --- --- Die Reaktionsprodukte wurden schließlich in einem Agarosegel elektrophoretisch aufgetrennt. Die RT-PCR ist die empfindlichste Technik, um die Gegenwart oder Abwesenheit von RNAMolekülen [sic!] zu bestimmen. Außerdem ermöglicht die RT-PCR die Klonierung von seltenen Transkripten ohne die Notwendigkeit, eine cDNA Bibliothek zu konstruieren. |
[Seite 29, Zeile 9ff.]
Durch zyklische Wiederholungen des Denaturierungs-, Hybridisierungs- und Polymerisierungsschrittes wird eine exponentielle Amplifikation des DNA-Abschnittes erzielt. Die Reaktionsansätze umfaßten ein Volumen von 50 μl und setzten sich folgendermaßen zusammen: X μl Template-DNA (1–200 ng) 1 μl Sinn Oligonukleotide (0,01 pmol/μl-100 pmol/μl) 1 μl Antisinn Oligonukleotide (0,01 pmol/μl-100 pmol/μl) 2 μl dNTP (2,5 mM pro dNTP) 1-3 μl Magnesiumchlorid (10 mM) 5 μl 10x PCR Puffer 0,2-1 μl Taq-DNA-Polymerase Die PCR-Reaktionen wurden in einem Thermoblock nach folgendem Basisprogramm durchgeführt:
Denaturierung 94 °C 120 sec Denaturierung 94 °C 30 sec Hybridisierung 55 °C 45 sec 25 - 35 Zyklen Polymerisierung 72 °C 60 sec Polymerisierung 72 °C 300 sec Abbruch 8 °C ∞ Die Reaktionsprodukte wurden schließlich in einem Agarosegel elektrophoretisch aufgetrennt (s.3.13.). 3.18.1. RT-PCR („Reverse Transkription"-PCR) RT-PCR ist die empfindlichste Technik, um die Gegenwart oder Abwesenheit von RNA-Molekülen zu bestimmen. Außerdem ermöglicht RT-PCR die Klonierung von seltenen Transkripten ohne die Notwendigkeit, eine cDNA Bibliothek zu konstruieren. |
Größtenteils "Kochrezeptcharakter", jedoch kein Hinweis auf die Quelle. Die Materialauflistung (im Vergleich zur mutmaßlichen Vorlage geringfügig umgestellt) kann sicherlich nicht als "Plagiat" gewertet werden. Die Textübereinstimmungen beginnen bereits auf der Vorseite und setzen sich auf der Folgeseite weiter fort. Das fehlende Trennzeichen ("RNAMolekülen") legt eine Copy-Paste-Arbeitsweise nahe, da in der Quelle ("RNA-Molekülen") hinter dem Trennzeichen ein Zeilenumbruch erfolgt – beim Kopieren und Einfügen (z.B. mit Strg c/Strg v in Microsoft Word) geht so das Trennzeichen ("-") verloren. |
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| [2.] Jis/Fragment 039 29 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 23. November 2014, 14:08 Plagin Hood | Brand 2002, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 39, Zeilen: 29-31 (+ erste Zeilen Folgeseite) |
Quelle: Brand 2002 Seite(n): 49, Zeilen: 7ff. |
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| Durch die Kapillarkräfte wurde die RNA nun auf die Nylon-Membran übertragen, die dem Gel direkt auflag. Dabei diente 0.01N NaOH/3M NaCl als Transferpuffer. Die Zeit, in der die RNA vom Gel auf die Membran übertragen wurde, betrug 1 Stunde [(Thomas, 1980). Durch eine Behandlung mit dem 254 nm UV-Crosslinker bei 1.5 J/cm2 für 105 sec wurde die DNA kovalent auf der Membran fixiert.] | Durch die Kapillarkräfte wurde die DNA nun auf die Membran (Hybond-N, Amersham) übertragen, die dem Gel direkt auflag. Dabei diente 10x SSC als Transferpuffer. Die Zeit, in der die DNA vom Gel auf die Membran übertragen wurde, betrug mehrere Stunden oder eine Nacht. Durch eine Behandlung mit dem UV-Crosslinker wurde die DNA kovalent auf der Membran fixiert. |
Gemeinsamkeiten in Formulierungen aber keine direkte Kopie; Zahlenwerte ergänzt. |
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| [3.] Jis/Fragment 040 13 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 23. November 2014, 14:19 Plagin Hood | Brand 2002, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 40, Zeilen: 13-22 |
Quelle: Brand 2002 Seite(n): 49, 50, 60, Zeilen: 49: 22-24; 50: 1-5; 60: 25-27 |
|---|---|
| Bei der Verwendung von markierten DNA-Sonden wurde die Hybridisierungstemperatur unter die Schmelztemperatur gesetzt. Bevor die Sonde zur Hybridisierungslösung gegeben wurde, wurde sie für 10 min bei 100 °C denaturiert. Die hitzedenaturierte Sonde wurde auf Eis gestellt und dann zur Hybridisierungslösung gegeben. Die Hybridisierung erfolgte über Nacht bei der angegebenen Temperatur. Am nächsten Tag wurde die nicht gebundene Sonde entfernt. Dazu wurde die Hybridisierungslösung verworfen, die Membran zweimal 5 min bei RT in 1 x SSC, 0.1% SDS gewaschen und danach für dreimal 10 min bei 68°C in 0.5 x SSC, 0.1% SDS. Danach wurde die Membran auf mit Plastiktüten beklebten Kartons ausgelegt und mit Haushaltsfolie abgedeckt. In einer [Expositionskammer wurde die Membran auf Kodak Biomax Filmen bei -80 °C für 1-5 Tage exponiert.] | [Seite 49, Zeile 22-24]
Bei der Verwendung von markierten Oligonukleotiden als Sonde wurde die Hybridisierungstemperatur unter die Schmelztemperatur gesetzt. Bevor die Sonde zur Hybridisierungslösung gegeben wurde, wurde [Seite 50, Zeile 1-5]
[Seite 60, Zeile 25-27] Wenn die Strahlung der Filter nur gering über der Hintergrundstrahlung lag, wurden die Filter auf mit Plastiktüten beklebten Kartons ausgelegt und mit Haushaltsfolie abgedeckt. In einer Expositionskammer wurden die Filter auf Kodak Biomax Filmen bei -80 °C 1-5 Tage exponiert. |
Viele Gemeinsamkeiten in den Formulierungen. Ohne Quellenangabe. Fortsetzung der Textparallelen auf der Folgeseite. |
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| [4.] Jis/Fragment 041 01 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 24. November 2014, 09:21 Plagin Hood | Brand 2002, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 41, Zeilen: 1-4 |
Quelle: Brand 2002 Seite(n): 50, 60, Zeilen: S. 50: 7-9; S. 60: 26-27 |
|---|---|
| [In einer] Expositionskammer wurde die Membran auf Kodak Biomax Filmen bei -80 °C für 1-5 Tage exponiert. Der Film wurde mit dem ursprünglichen Gelfoto zur Deckung gebracht und auftretende Banden identifiziert. | [Seite 60, Zeile 26-27]
In einer Expositionskammer wurden die Filter auf Kodak Biomax Filmen bei -80 °C 1- 5 Tage exponiert. [Seite 50, Zeile 7-9] Der Film wurde mit dem ursprünglichen Gelfoto zur Deckung gebracht und auftretende Banden identifiziert. |
Fortsetzung von Jis/Fragment 040 13. |
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| [5.] Jis/Fragment 030 20 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 24. November 2014, 13:54 Plagin Hood | Fragment, Gerull 2002, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 30, Zeilen: 20-25 |
Quelle: Gerull 2002 Seite(n): 27, Zeilen: 4-8, 14-16 |
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| 3.11 Immunhistochemische Methoden
Diese Methoden erlauben den Nachweis antigener Komponenten mit Hilfe von spezifischen Antikörpern in Gewebeschnitten oder Zellausstrichen. Die Markierung kann hierbei durch fluoreszierende Farbstoffe geschehen. Die Inkubationen der Antiseren erfolgten in feuchter Kammer. Die Konzentrationen der 1. Antikörper wurden für alle Markierungsversuche in Verdünnungsreihen ausgetestet und optimiert. |
[Seite 27, Zeile 4-8]
2.5. Immunhistochemische Methoden Diese Methoden erlauben den Nachweis antigener Komponenten mit Hilfe von spezifischen Antikörpern in Gewebsschnitten oder Zellausstrichen. Die Markierung kann hierbei durch antikörpergekoppelte, enzymatische Reaktionen, fluoreszierende Farbstoffe oder Goldpartikel (für die Elektronenmikroskopie) geschehen. [Seite 27, Zeile 14-16] Die Inkubationen der Antiseren erfolgten in einer feuchten Kammer. Die Konzentrationen der Primärantikörper wurden für alle Markierungsversuche in Verdünnungsreihen ausgetestet und optimiert. |
Kein Hinweis auf die mutmaßliche Vorlage. |
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| [6.] Jis/Fragment 034 19 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 24. November 2014, 14:10 Plagin Hood | Fragment, Gerull 2002, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 34, Zeilen: 19-31 |
Quelle: Gerull 2002 Seite(n): 35-36, Zeilen: S. 35: 17ff.; S. 36: 1ff. |
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| 3.12.3 Präparation von RNA
Die vollständige RNA-Isolierung aus Kulturzellen erfolgte mittels der TRIzol-Methode (Gibco) modifiziert nach Chomczynski und Sacchi (Chomczynski & Sacchi, 1987). Das zu untersuchende Gewebe wurde mit TRIzol-Reagenz im Verhältnis 100 mg Gewebe/ml TRIzol mit einem Ultraturrax (Ika-Werk, Janke & Kunkel, Staufen) bei max. 200 rpm auf Eis homogenisiert und nach Zugabe von 0,2 ml Chloroform / ml TRIzolTM mit 12000 x g bei RT 5 min zentrifugiert. Man erhält auf diese Art drei Phasen: Eine obere wäßrige Phase mit Gesamt-RNA, eine mittlere weißliche Phase, die Proteine enthält und eine untere rötliche Phase mit der genomischen DNA. Der farblose Überstand wurde nochmals mit Chloroform extrahiert und, wie oben erwähnt, zentrifugiert. Anschließend wurde die obere wäßrige Phase erneut abgenommen, mit 0,5 ml Isopropanol / ml TRIzol versetzt und 30 min auf Eis stehengelassen. Es folgte die Zentrifugation der gefällten RNA mit 12000 x g bei 4°C, 15 min und die [anschließende Aufnahme in 50 μl autoklaviertem Millipore-Wasser (mit 30 Einheiten RNasin, Perkin Elmer, Langen).] |
2.6.5. RNA-Isolierung mit TRIzol und Reinigung der Gesamt RNA-Präparation von genomischer DNA
Die Total-RNA-Isolierung aus Kulturzellen und aus den Geweben erfolgte mittels der TRIzol-Methode (Gibco) modifiziert nach Chomczynski und Sacchi (1987). Das zu untersuchende Gewebe wurde mit TRIzol-Reagenz im Verhältnis 100 mg Gewebe/ml TRIzol mit einem Micropistill homogenisiert und nach Zugabe von 0,2 ml Chloroform/ml TRIzolTM mit 12000 rpm bei RT 5 min zentrifugiert. Man erhält auf diese Art drei Phasen: Eine obere wässrige Phase mit Total-RNA, eine mittlere weissliche Phase, die Proteine enthält und eine untere rötliche Phase mit der genomischen DNA. Zur Eliminierung genomischer DNA-Verunreinigungen wurde der farblose Überstand mit RNase-freier DNase I nach folgendem Schema behandelt: [...] Der Reaktionsansatz wurde 30 min bei 37 °C inkubiert und durch Zugabe von 50 μl Phenol/Chloroform beendet. Der Ansatz wurde stark geschüttelt und 2 min mit 12000 rpm bei 4 °C abzentrifugiert. Die obere wässrige Phase wurde abgenommen und mit 0,5 ml 100% Ethanol/ml TRIzol und bei –20 °C 2 h gefällt. Es folgte die Zentrifugation der gefällten RNA mit 12000 x g bei 4 °C, 30 min. Das Pellet wurde mit 70% EtOH gewaschen, kurz luftgetrocknet und in autoklaviertem Wasser mit 0,5 μl RNase-Inhibitor (20 Einheiten) aufgenommen und bei –20 °C aufbewahrt. |
Viele Gemeinsamkeiten in den Formulierungen, jedoch "Kochrezeptcharakter". |
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| [7.] Jis/Fragment 043 01 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 26. November 2014, 11:27 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 43, Zeilen: 1-16 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0 (Internetdokument ohne Seitenzahlen), Zeilen: 0 |
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| Mutationen wurden über PCR-vermittelte Mutagenese eingeführt (Klug et al., 1991; Good & Nazar, 1992). Für jede Mutante wurden jeweils vier Oligonukleotide benötigt. Zwei Oligonukleotide bestimmten das 5´- (A) und das 3´- Ende (B) des mutierten Fragments, und durch zwei überlappende Oligonukleotide (Am, Bm) wurde die jeweilige Veränderung der DNA-Sequenz eingeführt (Abb. 3-4). Das 5´-Oligonukleotid führte eine EcoR V- Schnittstelle, das 3´- Oligonukleotid eine BamH I - Schnittstelle in das PCR-amplifizierte Fragment ein. Für die erste PCR wurden die Oligonukleotide A, B, Am, und Bm so gewählt, daß der hybridisierende 3´-Bereich eine Tm (Schmelztemperatur) von ca. 60°C aufwies. Gleichzeitig wurden die Oligonukleotide Am und Bm so gewählt, daß die entstehende Überlappung in der zweiten PCR ebenfalls eine Tm von ca. 60°C aufwies. Die Produkte der ersten PCR wurden durch Agarose-Gelelektrophorese gereinigt, das Produkt der zweiten PCR über eine QIAquick Spin Column (Qiagen, Hilden). Alle PCRs wurden in einem PTC-200 DNA Engine thermal cycler (Biozym Diagnostik, Hess. Oldendorf) mit PfuTurbo™ Polymerase für 30 Zyklen, 30 sec bei 94°C, 40 sec bei 58°C und 30 sec [bei 72°C und zum Ende 7 min bei 72°C durchgeführt. Die so generierten DNA-Fragmente wurden dann zur Klonierung der Reporter-Konstrukte eingesetzt.]
[Aus Literaturverzeichnis:] Klug J, Wolf M, Beato M. 1991. Creating chimeric molecules by PCR directed homologous DNA recombination. Nucleic Acids Res 19:2793. Good L, Nazar RN. 1992. An improved thermal cycle for two-step PCR-based targeted mutagenesis. Nucleic Acids Res 20:4934. |
Deletionen, Insertionen bzw. Mutationen wurden über PCR-vermittelte Mutagenese eingeführt (Good and Nazar, 1992). Für jede Mutante wurden jeweils vier Oligonukleotide benötigt. Zwei Oligonukleotide bestimmten das 5´- (A) und das 3´-Ende (B) des mutierten Fragments, und durch zwei überlappende Oligonukleotide (a, b) wurde die jeweilige Veränderung der DNS-Sequenz eingeführt (Abb.7). Das 5´-Oligonukleotid führte eine BamH I-Schnittstelle, das 3´-Oligonukleotid eine Hind III-Schnittstelle in das PCR-amplifizierte Fragment ein. Die insertierten bzw. mutierten DNS-Sequenzen wurden, wenn möglich, so gewählt, daß dadurch eine neue Restriktionsenzym-Erkenungsstelle entstand. Für die erste PCR wurden die Oligonukleotide A, B, a, und b so gewählt, daß der hybridisierende 3´-Bereich eine Tm (Schmelztemperatur) von 60°C aufwies. Gleichzeitig wurden die Oligonukleotide a und b so gewählt, daß die entstehende Überlappung in der zweiten PCR ebenfalls eine Tm von 60°C aufwies. Die Amplifikation wurde meist mit 25 Zyklen durchgeführt. Die Produkte der ersten PCR wurden durch Agarose-Gelelektrophorese gereinigt (3.66 u. 3.6.7), das Produkt der zweiten PCR über eine QIAquick Spin Column (Fa. Qiagen,Hilden). Die PCRs wurden in einem Peltier Thermal Cycler (Fa. Biozym Diagnostik, Hess. Oldendorf) durchgeführt. Die so generierten DNS-Fragmente wurden dann zur Klonierung der Reporter-Konstrukte eingesetzt.
[Aus Literaturverzeichnis:] Good, L. and Nazar, R. (1992). An improved thermal cycle for two step PCR-based targeted mutagenesis. Nucl. Acids Res. 20, 4934. |
Gemeinsamkeiten in den Formulierungen ohne Hinweis auf die Quelle, jedoch "Kochrezeptcharakter". Vorangehend findet sich in beiden Schriften eine ähnliche, jedoch nicht identische Abbildung zur PCR-vermittelten Mutagenese. Auf die Literaturreferenz "Klug et al., 1991" wird in der mutmaßlichen Vorlage nicht verwiesen. |
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| [8.] Jis/Fragment 046 07 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 26. November 2014, 11:53 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 46, Zeilen: 7-26 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0 (Internetquelle ohne Seitenangaben), Zeilen: 0 |
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| 3.12.12.2 Bestimmung der Luciferase-Aktivität
Zur Messung der Luciferase-Aktivität wurden die Zellen dreimal mit 1×PBS gewaschen und durch Zugabe von 350μl Lysispuffer lysiert. Das Lysat wurde in 1,5ml-Reaktionsgefäße (Eppendorf, Hamburg), die auf Eis gestellt wurden, überführt (nach diesem Schritt ist eine Lagerung über Nacht bei -80°C möglich) und anschließend 5min bei 13.000UpM und 4°C abzentrifugiert. Für jede Luciferinreaktion wurden 100μl des Überstandes zu 360μl Luziferase-Reaktionspuffer in Polystyrolröhrchen (Greiner, Nürtingen) pipettiert. Die Messung erfolgte im Luminometer Typ AutoLumat LB 953 (Berthold, Wildbad), in dem automatisch vor jeder Messung 100μl Luziferinlösung zur Probe injiziert wurden. Dabei wurde das Integral der Lumineszenz über ein Intervall von 10ms gemessen. Lysispuffer: 25mM Glyzylglyzin (Sigma, Deisenhofen) pH 7.8 (mit 4M KOH eingestellt), bei –20°C / 4°C lagern, 1% (v/v) Triton X-100, 15mM MgSO4, 4mM EGTA, pH 8.0, bei 4°C lagern, 1mM DTT (kurz vor Gebrauch zugeben) Luciferase-Reaktionspuffer: 25mM Glyzylglyzin, pH 7.8, 15mM K2HPO4 / KH2PO4, pH7.8, 15mM MgSO4, 4mM EGTA, pH8.0, 2mM ATP, bei 4°C lagern, 1mM DTT (kurz vor Gebrauch zugeben) Luziferin-Meßlösung: 0.2mM D-Luciferin (kristallin, Sigma, Deisenhofen), Stocklösung: 1mM D-Luziferin, 25mM Glyzylglyzin, 10mM DTT, bei –80°C lagern, 25mM Glyzylglyzin, pH7.8, 1mM DTT, sofort verwenden und vor Licht schützen. |
3.4.6.2 Luziferase Assay
Zur Messung der Luziferase-Aktivität wurden die Zellen einmal mit 1XPBS gewaschen und durch Zugabe von 250µl/3cm-Zellkulturschale (Fa. Nunc, Wiesbaden) Lysispuffer lysiert. Das Lysat wurde in 1,5ml- Reaktionsgefäße (Fa. Eppendorf, Hamburg), die auf Eis gestellt wurden, überführt (nach diesem Schritt ist eine Lagerung über Nacht bei -80°C möglich) und anschließend 5min bei 13.000UpM und 4°C abzentrifugiert. Für jede Luziferinreaktion wurden 100µl des Überstandes zu 360µl Luziferase-Reaktionspuffer in Polystyrolröhrchen (Fa. Greiner, Nürtlingen) pipettiert. Die Messung erfolgte im Luminometer Typ AutoLumat LB 953 (Fa. Berthold, Wildbad), in dem automatisch vor jeder Messung 100µl Luziferinlösung zur Probe injiziert wurden. Dabei wurde das Integral der Lumineszenz über ein Intervall von 10ms gemessen.
pH 7,8 (mit 4M KOH eingestellt), bei –20°C/4°C lagern 1% (v/v) Triton X-100 15mM MgSO4 4mM EGTA, pH 8,0,bei 4°C lagern 1mM DTT (kurz vor Gebrauch zugeben)
15mM K2HPO4/KH2PO4, pH 7,8 15mM MgSO4 4mM EGTA, pH 8,0 2mM ATP, bei 4°C lagern 1mM DTT (kurz vor Gebrauch zugeben)
bei –80°C lagern 25mM Glyzylglyzin, pH 7,8 1mM DTT sofort verwenden und vor Licht schützen |
Gemeinsame Formulierungen ohne Hinweis auf die (mutmaßliche) Quelle, jedoch "Kochrezeptcharakter". |
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| [9.] Jis/Fragment 049 30 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 27. November 2014, 12:33 Plagin Hood | Fiedler 2001, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 49, Zeilen: 30-32 |
Quelle: Fiedler 2001 Seite(n): 57, Zeilen: 4-6 |
|---|---|
| 3.12.14.3 Bindungsreaktion und DNase I Verdau
Zur Identifikation der Bindungsstelle wurden die Proben mit und ohne Kernextrakt angesetzt. |
3.6.5.2 Bindungsreaktion und DNase I Verdau
Zur Identifikation der Bindungsstelle wurden die Proben mit und ohne Kernextrakt (Kapitel 3.6.1) angesetzt. |
Der Auftakt zu Textübereinstimmungen, die sich über die gesamte Folgeseite fortsetzen. Ohne Verweis auf die Quelle. |
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| [10.] Jis/Fragment 050 01 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 27. November 2014, 12:38 Plagin Hood | Fiedler 2001, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 50, Zeilen: 1-28 |
Quelle: Fiedler 2001 Seite(n): 57-58, Zeilen: S. 57: 7ff.; S. 58: 1ff. |
|---|---|
| Markierte DNA 7×104 cpm
Poly (dI-dC) 2 μg Kernextrakt 30 μg 1x Bindungspuffer auf 25 μl Die Proben wurden für 20 Min bei RT inkubiert. Nach Zugabe der DNase I (20 ng und 40 ng verdünnt in 1x Bindungspuffer ) wurde 1 min lang bei 20°C verdaut und die Reaktion mit 100 μl Stoplösung gestoppt. Nach der Inkubation bei 45°C für 40 min die Reaktionsansätze wurden zum Entfernen der DNase I dreimal mit Phenol / Chloroform gereinigt und anschließend mit Ethanol gefällt. Die Proben wurden bei –20°C gelagert und vor dem Beladen des Gels aufgetaut und mit 5-10 μl Formamid-Ladepuffer gemischt. 3.12.14.4 Sequenziergelelektrophorese Um die für das Sequenziergel benötigten Glasplatten von Fett, Staub und Seifenresten zu befreien, die ein gleichmäßiges Gießen des Gels behindern könnten, wurden diese nacheinander mit 20% SDS, Aceton, destilliertem Wasser und 70% Ethanol gereinigt. Die Platte wurde einmal mit 5 ml hydrophobe Repell-Silane beschichtet, was eine spätere Ablösung der Platte vom Gel wesentlich erleichterte. Die so vorbereiteten Platten wurden seitlich mit Spacern abgedichtet und mit Klammern befestigt. Gelansatz für ein 6% Polyacrylamidgel: Harnstoff 42 g 40 % Acrylamid/Bisacrylamid 15 ml 5x TBE 20 ml H2O 29.7 ml APS (10 % in H2O) 200 μl TEMED 20 μl Die Lösung wurde gut gemischt und zwischen die horizontal liegenden Glasplatten gegossen. Das Gel war nach ca. 2 h polymerisiert und konnte so zur späteren Verwendung bis zu eine Woche bei 4°C gelagert werden. Für die Elektrophorese [wurde das Acrylamidgel vertikal in die Vertikal-Gelapparatur eingespannt und die Kammer mit 0,6x TBE-Puffer befüllt.] |
[Seite 57, Zeile 7ff.]]
5 ng der markierten DNS 1 l dIdC 5 l Kernextrakt (30 g) mit 1x Bindungspuffer auf 50 l aufgefüllt Die Proben wurden für 10 Min. bei 0 °C und anschließend für 2 Min. bei RT inkubiert. Nach Zugabe der DNase I (0,1 U, 5 mM CaCl2, 10 mM MgCl2) wurde 2 Min. lang verdaut und die Reaktion mit 50 l Stoplösung (1 % SDS, 20 mM EDTA, 200 mM NaCl, 250 g tRNS/ml) gestoppt. Die Reaktionsansätze wurden, wie in Kapitel 3.5.4 beschrieben, zum Entfernen der DNase I dreimal mit Strataclean gereinigt und anschließend mit Ethanol gefällt (Kapitel 3.5.8). Die Proben wurden bei –20 °C gelagert und vor dem Beladen des Gels aufgetaut und mit 4 l Urea Loading Buffer gemischt. [...] 3.6.5.3 Sequenziergelelektrophorese Um die für das Sequenziergel benötigten Glasplatten von Fett, Staub und Seifenresten zu befreien, die ein gleichmäßiges Gießen des Gels behindern könnten, wurden diese nacheinander mit 20 % SDS, Aceton, destilliertem Wasser und 70 % Ethanol gereinigt. Die größere Platte wurde zweimal mit je der Hälfte der Gelbindelösung, die kleinere einmal mit 5 ml des hydrophoben Repell-Silanes beschichtet, was eine späteres Ablösen der kleineren Platte vom Gel wesentlich erleichterte. Die so vorbereiteten Platten wurden seitlich mit Spacern abgedichtet und mit Klammern befestigt. [Seite 58, Zeile 1ff.] Gelansatz für ein 6 %-iges Polyacrylamidgel: 50,4 g Harnstoff 18 ml 40 % Acrylamid/Bisacrylamid 12 ml 10x TBE auf 120 ml mit dH2O auffüllen 600 μl APS (10 % in H2O) 60 μl TEMED Die Lösung wurde gut gemischt und zwischen die horizontal liegenden Glasplatten gegossen. Das Gel war nach ca. 2 Std. polymerisiert und konnte so zur späteren Verwendung bis zu eine Woche bei 4 C gelagert werden. Für die Elektrophorese wurde das Acrylamidgel vertikal in die Sequenziergelapparatur (BaseaceTM vertical Sequencer, Stratagene) eingespannt und die Kammer mit 0,6x TBE-Puffer befüllt. |
Von vorangehender Seite fortgesetzte Textübereinstimmungen/Anlehnungen und weiter fortgeführt auf der Folgeseite, ohne Verweis auf die mutmaßlich genutzte Vorlage. Allerdings nur Methodenbeschreibungen mit Abweichungen, z.B. abweichende Mengenangaben. |
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| [11.] Jis/Fragment 051 01 - Diskussion Bearbeitet: 23. December 2014, 09:17 (Kybot) Erstellt: 27. November 2014, 12:48 Plagin Hood | Fiedler 2001, Fragment, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 51, Zeilen: 1-8 |
Quelle: Fiedler 2001 Seite(n): 58, Zeilen: 1ff. |
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| [Für die Elektrophorese] wurde das Acrylamidgel vertikal in die Vertikal-Gelapparatur eingespannt und die Kammer mit 0,6x TBE-Puffer befüllt. Nach einem Vorlauf von 30 min. bei 50°C, während dem die Spannung durch das Spannungsgerät (Feathervolt; Stratagene, Heidelberg) temperaturabhängig gesteuert wurde (nach Erreichen von 50°C bei ca. 3800 V), wurden die Proben für 3-5 min bei 90°C denaturiert, in die markierten Slots aufgetragen und das Gel für weitere 1 – 1,5 h laufen gelassen. Nach Ablauf dieser Zeit wurde die Glasplatte entfernt, das Gel auf Whatmann-Papier transferiert und mit einem Gel-Trockner (BioRad, München) für ca. 60 min bei 80°C getrocknet. | Für die Elektrophorese wurde das Acrylamidgel vertikal in die Sequenziergelapparatur (BaseaceTM vertical Sequencer, Stratagene) eingespannt und die Kammer mit 0,6x TBE-Puffer befüllt. Nach einem Vorlauf von 45 Min. bei 50 C, während dem die Spannung durch das Spannungsgerät (Feathervolt; Stratagene, Heidelberg) temperaturabhängig gesteuert wurde (nach Erreichen von 50 C bei ca. 3800 V), wurden die Proben für 2 Min. bei 78 C denaturiert, in die markierten Slots aufgetragen und das Gel für weitere 1 – 1,5 Std. laufen gelassen. Nach Ablauf dieser Zeit wurde die kleinere Glasplatte entfernt, das Gel in einem Bad aus 10 % (v/v) Essigsäure und 20 % (v/v) Ethanol in H2O für 20 Min. fixiert, 5 Min. mit Wasser gespült und für 30 Min. bei 70 C getrocknet. |
Von den Vorseiten fortgesetzte Textübereinstimmungen/Anlehnungen ohne Verweis auf die mutmaßliche Vorlage. Nur Methodenbeschreibungen. |
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| [12.] Jis/Fragment 078 01 - Diskussion Bearbeitet: 29. March 2015, 13:19 (Plagin Hood) Erstellt: 28. December 2014, 12:40 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 78, Zeilen: 1-10 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): -, Zeilen: - |
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| Abb. 4-16: „Bandshift“ und „Supershift“ mit Zellkernextrakten aus HeLa und LNCaP Zellen, die mit oder ohne DHT kultiviert wurden, und mit den Oligonukleotid, die die Motive von NEP Typ II Promotor NF-Y Box enthalten, in Abwesenheit oder Gegenwart eines polyklonalen Antikörpers (CBF-A), der gegen die NF-Y gerichtet ist. Die Gelretardationsanalyse wurde in Abwesenheit oder Gegenwart eines Kompetitors (ca. 40-facher Überschuß gegenüber der Probe) durchgeführt. Als Kompetitor wurden die Bindesequenzen von NEP-Promotor-NF-Y Box und mutierter NEP-NF-Y Box bzw. der bona finden NF-Y-Bindestelle (Ea-Y) verwendet. Spuren 1-5: ohne Kompetitor; Spur 6: Selbstkompetition; Spur 7: Kompetitor mit beliebiger Sequenz. | Abb. 85: „Supershift“ mit Oligonukleotiden, die die Motive von cdc25C oder CyclinA Yc 1 bzw. eine bona fide NF-Y-Bindestelle aus dem MHC-Klasse II-Promoter, Ea-Y, (Dorn et al., 1987 II) enthalten, in Abwesenheit oder Gegenwart eines polyklonalen Antikörpers (a-NF-YB) der gegen die NF-YB-Untereinheit gerichtet ist. Die Gelretardationsanalyse wurde in Abwesenheit oder Gegenwart eines Kompetitors (ca. 100-facher Überschuß gegenüber der Probe) durchgeführt. Als Kompetitor wurden die Bindesequenzen von CyclinA Yc1 bzw. der bona finden NF-Y-Bindestelle (Ea-Y) verwendet. s: Selbstkompetition; b: Kompetitor mit beliebiger Sequenz. |
Ähnlicher Text aber andere Abbildung auf der Seite. Vgl. die ähnliche Wortwahl in Fragment 081 01. |
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| [13.] Jis/Fragment 079 17 - Diskussion Bearbeitet: 29. March 2015, 14:27 (Plagin Hood) Erstellt: 23. March 2015, 10:14 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 79, Zeilen: 17-19 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0, Zeilen: 0 |
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| Abb. 4-18 zeigt, daß mit allen Zellkernextrakten ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von kanonischer GC-Box (Suske, 1999) als Kompetitor an die Sp-Bindungsstelle (GC-Box) [aufgehoben werden.]
Suske G. 1999. The Sp-family of transcription factors. Gene 238:291-300. |
Abb. 19 zeigt, daß mit allen vier Oligonukleotiden ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von Ea-Y als Kompetitor an allen drei Yc-Boxen aufgehoben werden. |
Ungeachtet der inhaltlichen Unterschiede ähneln sich die Beschreibungen formal stark. Eine ähnliche Wortwahl ist ebenfalls Fragment 076 20 sowie Fragment 090 27 und Jis/Fragment 091 20 zu entnehmen. Im direkten Anschluss sind auch auf der Folgeseite Formulierungsähnlichkeiten zur o.g. mutmaßlichen Quelle zu beobachten. |
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| [14.] Jis/Fragment 080 01 - Diskussion Bearbeitet: 29. March 2015, 14:16 (Plagin Hood) Erstellt: 23. March 2015, 10:20 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 80, Zeilen: 1-5 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0, Zeilen: 0 |
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| [Abb. 4-18 zeigt, daß mit allen Zellkernextrakten ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von kanonischer GC-Box (Suske, 1999) als Kompetitor an die Sp-Bindungsstelle (GC-Box)] aufgehoben werden. Es handelte sich jeweils um spezifische Bindungen, da ein Oligonukleotid mit beliebiger Sequenz und ein Oligonukleotid mit mutierter NEP Sp-Bindungsstelle, als Kompetitor eingesetzt, keine Auswirkung auf die Komplexbildung an die GC-Box hatte, aber diese durch Selbstkompetition verhindert wurde.
[Auszug aus Literaturverzeichnis:] Suske G. 1999. The Sp-family of transcription factors. Gene 238:291-300. |
Abb. 19 zeigt, daß mit allen vier Oligonukleotiden ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von Ea-Y als Kompetitor an allen drei Yc-Boxen aufgehoben werden.
[...] Wie in Abb. 20 gezeigt, handelte es sich jeweils um spezifische Bindungen, da ein Oligonukletid mit beliebiger Sequenz, als Kompetitor eingesetzt, keine Auswirkung auf die Komplexbildung an Yc 1, Yc 2 , Yc 3 bzw. Ea-Y hatte, aber diese durch Selbstkompetition verhindert bzw. stark reduziert wurde. |
Die Formulierungsähnlichkeiten setzen sich von der Vorseite fort. Der Text findet sich in ähnlicher Weise mehrfach in der Dissertation (zumindest einen Teil des Textes bzw. der Formulierungen betreffend). So auf S.76/S.77: Siehe Fragment 076 20, Fragment 077 01. Auch zu Beginn der Seite 91 bzw. fortgesetzt von der S. 90 finden sich ähnliche Beschreibungen: Siehe Fragment 091 01 und Fragment 090 27. Nochmals auf S. 91 weiter unten: Siehe Fragment 091 20 . |
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| [15.] Jis/Fragment 081 01 - Diskussion Bearbeitet: 29. March 2015, 13:03 (Plagin Hood) Erstellt: 29. March 2015, 11:01 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 81, Zeilen: 1-10 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0, Zeilen: 0 |
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| Abb. 4-18: „Bandshift“ und „Supershift“ mit Zellkernextrakten aus HeLa- und LNCaP-Zellen, die mit oder ohne DHT kultiviert wurden, und mit den Oligonukleotiden, die die Motive der NEP Typ II Promotor GC Box enthalten, in Abwesenheit oder Gegenwart von polyklonalen Antikörpern (Anti-Sp1/-Sp3), die gegen den Sp1/Sp3 gerichtet sind. Die Gelretardationsanalyse wurde in Abwesenheit oder Gegenwart eines Kompetitors (ca. 40-facher Überschuß gegenüber der Probe) durchgeführt. Als Kompetitor wurden die Bindesequenzen der NEP Promotor - GC Box und mutierter NEP Promotor GC Box bzw. kanonischer GC-Box verwendet. Spuren 1-5: ohne Kompetitor; Spur 6: Selbstkompetition; Spur 7: Kompetitor mit beliebiger Sequenz. | Abb. 85: „Supershift“ mit Oligonukleotiden, die die Motive von cdc25C oder CyclinA Yc 1 bzw. eine bona fide NF-Y-Bindestelle aus dem MHC-Klasse II-Promoter, Ea-Y, (Dorn et al., 1987 II) enthalten, in Abwesenheit oder Gegenwart eines polyklonalen Antikörpers (a-NF-YB) der gegen die NF-YB-Untereinheit gerichtet ist. Die Gelretardationsanalyse wurde in Abwesenheit oder Gegenwart eines Kompetitors (ca. 100-facher Überschuß gegenüber der Probe) durchgeführt. Als Kompetitor wurden die Bindesequenzen von CyclinA Yc1 bzw. der bona finden NF-Y-Bindestelle (Ea-Y) verwendet. s: Selbstkompetition; b: Kompetitor mit beliebiger Sequenz. |
Teils ähnliche Formulierungen/sprachliche Anlehnungen, jedoch abweichender Inhalt. Vgl. die Wortwahl in Jis/Fragment 078 01. |
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| [16.] Jis/Fragment 091 20 - Diskussion Bearbeitet: 29. March 2015, 14:09 (Plagin Hood) Erstellt: 29. March 2015, 12:38 Plagin Hood | Fragment, Groß 1999, Jis, KeineWertung, SMWFragment, Schutzlevel, ZuSichten |
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| Untersuchte Arbeit: Seite: 91, Zeilen: 20-29 |
Quelle: Groß 1999 Seite(n): 0, Zeilen: 0 |
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| Das Ergebnis zeigt, daß mit allen Zellkernextrakten, die aus HeLa-Zellen und LNCaP-Zellen (mit / ohne DHT und mit Bombesin) hergestellt wurden, ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von kanonischer GC-Box (Suske, 1999) als Kompetitor an die Sp-Bindungsstelle (GC-Box) aufgehoben werden. Es handelte sich jeweils um spezifische Bindungen, da ein Oligonukleotid mit beliebiger Sequenz und ein Oligonukleotid mit mutierter NEP Sp-Bindungsstelle, als Kompetitor eingesetzt, keine Auswirkung auf die Komplexbildung an die GC-Box hatte, aber diese durch Selbstkompetition verhindert wurde. | Abb. 19 zeigt, daß mit allen vier Oligonukleotiden ein Komplex gleicher Mobilität detektiert werden konnte. Die Proteinbindung konnte durch Einsatz von Ea-Y als Kompetitor an allen drei Yc-Boxen aufgehoben werden. Ebenso konnte die Proteinbindung sowohl an Yc 1 als auch an Yc 3 durch Verwendung von Yc 2 als Kompetitor inhibiert werden.
[...] Wie in Abb. 20 gezeigt, handelte es sich jeweils um spezifische Bindungen, da ein Oligonukletid mit beliebiger Sequenz, als Kompetitor eingesetzt, keine Auswirkung auf die Komplexbildung an Yc 1, Yc 2 , Yc 3 bzw. Ea-Y hatte, aber diese durch Selbstkompetition verhindert bzw. stark reduziert wurde. |
Der Text findet sich in ähnlicher Weise mehrfach in der Dissertation (zumindest einen Teil des Textes bzw. der Formulierungen betreffend):
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