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Quelle:Mi/Huang 2002

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Angaben zur Quelle [Bearbeiten]

Autor     Xiaohua Huang
Titel    Der Einfluss des HIV-1 Tat-Proteins auf das Proteasom-System und die Folgen für die zelluläre Immunabwehr
Ort    Berlin
Jahr    2002
Anmerkung    Dissertation Zur Erlangung des akademischen Grades Doctor medicinae (Dr. med.) vorgelegt der Medizinischen Fakultät Charité der Humboldt-Universität zu Berlin
URL    http://edoc.hu-berlin.de/docviews/abstract.php?lang=ger&id=10442

Literaturverz.   

nein
Fußnoten    nein
Fragmente    13


Fragmente der Quelle:
[1.] Mi/Fragment 013 25 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 13:48:45 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 13, Zeilen: 25-31
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 2, Zeilen: 8ff
Das Tat-Gen entsteht durch das Spleißen von zwei Regionen des Virus-Genoms (Transaktivation und Transkription). Das Tat-Protein ist wesentlich für die virale Replikation und in allen Lentiviren von Primaten konserviert (Jeang et al., 1994; Gallo et al., 1999). Im HIV-1- infizierten Patienten wird ein Tat-Protein gefunden, das aus 101 Aminosäuren besteht. Das sogenannte vollständige Tat-Protein, bestehend aus 86 Aminosäuren, wurde durch die Zellkultur im Labor hergestellt und existiert nicht in der Natur (Rana et al., 1999). Das Tat-Gen entsteht durch das Zusammenfügen von zwei Regionen des Virus-Genoms (Transactivation transcription) durch Spleißen. Das Tat-Protein ist essentiell für die virale Replikation und in allen Lentiviren von Primaten konserviert (Jeang et al., 1994; Gallo, 1999). Im HIV-1-infizierten Patient wird ein Tat-Protein gefunden, das aus 101 Aminosäuren besteht. Das sogenannte vollständige Tat-Protein bestehend aus 86 Aminosäuren wurde durch die Zellkultur im Labor produziert und existiert nicht in der Natur (Rana et al., 1999).
Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[2.] Mi/Fragment 014 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 17:56:00 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, KomplettPlagiat, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop

Typus
KomplettPlagiat
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 14, Zeilen: 1ff (komplett)
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 2, 3, Zeilen: 2: 13ff; 3: 1-16
[Es wurde] jedoch von vielen Forschern bestätigt, dass das 86-Aminosäuren-Tat-Protein genau wie das 101-Aminosäuren-Tat-Protein funktioniert.

Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert. Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren vom zweiten Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 Domänen; einer N-terminalen, einer Cystein-reichen, einer Kern-, einer basischen und einer C-terminalen Region (Abb. 2). Die basische Region enthält die RNA-Bindungsdomäne und ein NLS (Nuclear Localization Signal). Außerdem ist sie zuständig für den freien Durchgang durch die zelluläre Membran. Im Gegensatz dazu bindet die Cystein-reiche Region unspezifisch an viele Komplexe und ist für die Oligomerisierung des Tat-Proteins zuständig (Rana et al., 1999).

Mi 14a diss.png

Abb. 2: Die Sequenz und die Domänen des HIV-1 Tat-Proteins. AA 1-21: N-terminale Domäne; AA 22-36: Cystein-reiche Domäne; AA 37-48: Kerndomäne; AA 49-57 Basische Domäne; AA 58-86 C-terminale Domäne.

Das Tat-Protein bewirkt eine Erhöhung der Ablesung des HIV-Genoms (Berkhout et al., 1990). Auf einer frühen Stufe wird das Tat-Protein im Zellplasma synthetisiert, geht danach in den Zellkern und bindet an das sogenannte TAR-Element (Transacting Responsive Element). Das TAR-RNA-Element befindet sich in der 5´- LTR (Long Terminal Sequence Repeat) – Sequenz. Die Struktur von + 19 bis + 42 in der HIV-mRNA ist Voraussetzung für die Tat- Bindung (Jakobovits et al., 1988).

Das Tat-Protein erhöht durch eine verstärkte Initiation und Prolongation der Transkription die Konzentration viraler RNAs (Frankel et al., 1992). Es stimuliert die Expression von HIV-Genen um mehr als das Tausendfache. Darüber hinaus wird auch die Expression von Wirtszellproteinen unspezifisch erhöht (Huang et al., 1994).

Es wurde jedoch von vielen Forschern bestätigt, dass das 86-Aminosäuren-Tat-Protein genau wie das 101-Aminosäuren-Tat-Protein funktioniert.

Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert. Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren vom zweiten Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 Domänen; einer N-Terminalen-, einer Cystein-reichen-, einer Kern-, einer Basischen und einer C-Terminalen- Region. Die basische Region enthält die RNA-Bindungsdomäne und ein NLS (Nuclear Localization Signal). Außerdem ist sie zuständig für den freien Durchgang durch die zelluläre Membran. Im Gegensatz dazu bindet die Cystein-reiche Region unspezifisch an viele Komplexe und ist für die Oligomerisierung des Tat-Proteins zuständig (Rana et al., 1999).

[Seite 3]

Mi 14a source.png

Abb. 1.2: Die Sequenz und die Domänen des HIV-1 Tat-Proteins. AA 1-21: N-Terminale Domäne; AA 22-36: Cystein-reiche Domäne; AA 37-48: Kerndomäne; AA 49-57 Basische Domäne; AA 58-86 C-Terminale Domäne

Das Tat-Protein bewirkt eine Verstärkung der Ablesung des HIV-Genoms (Berkhout et al., 1990). Auf einer frühen Stufe wird das Tat-Protein im Zellplasma synthetisiert, geht danach in den Zellkern und bindet an das sogenannte TAR-Element (Transacting Responsive Element). Das TAR-RNA-Element befindet sich in der 5´- LTR (Long Terminal Sequence Repeat) – Sequenz. Die Struktur von + 19 bis + 42 in der HIV-mRNA ist Voraussetzung für die Tat- Bindung (Jakobovits et al., 1988).

Das Tat-Protein erhöht durch eine verstärkte Initiation und Prolongation der Transkription die Konzentration viraler RNAs (Frankel, 1992). Es stimuliert die Expression von HIV-Genen um mehr als das Tausendfache. Darüber hinaus wird auch die Expression von Wirtszellproteinen unspezifisch erhöht (Huang et al., 1994).

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt. Der Erstautor von "Huang et al., 1994" ist ein Namensvetter des Autors der hier dokumentierten Quelle.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

[3.] Mi/Fragment 015 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 19:15:18 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 15, Zeilen: 1ff (komplett)
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 3, 4, Zeilen: 3: 11ff; 4: 1
3.6 Das Ubiquitin-Proteasom-System

Das Proteasom-System ist für die Abwehr viraler Infektionen von großer Bedeutung (Kloetzel et al., 2001). Der proteolytische Kern des Proteasom-Systems ist das 20S Proteasom, eine multikatalytische Protease, die in allen Organismen von Archaebakterien bis zu Mammaliazellen nachgewiesen wurde (Baumeister et al., 1998). Es ist im Zytoplasma, am Endoplasmatischen Retikulum (ER) und im Zellkern lokalisiert. Als zentraler Bestandteil des Ubiquitin-abhängigen Proteinabbauweges ist es am Abbau vieler zellulärer Proteine beteiligt (Rock et al., 1994). Die Substrate des Ubiquitin-Proteasom-Systems sind am meisten Proteine, die als Regulatoren in verschiedensten zellulären Prozessen, wie z.B. im Metabolismus, bei der Transkription und bei der Zellzykluskontrolle fungieren. Das Proteasom ist an der Generierung der Epitope beteiligt, die durch Major Histocompatibility Complex (MHC) Klasse I Moleküle präsentiert werden (Kloetzel et al., 2004; Momburg et al., 1998). In eukaryotischen Zellen besteht das 20S Proteasom aus 7 verschiedenen α- und 7 verschiedenen β-Untereinheiten. Der Komplex ist aus vier heptameren Ringen (α1-7, β1-7, β1-7, α1-7) aufgebaut. Die beiden äußeren Ringe des Enzymkomplexes werden aus den 7 α- Untereinheiten gebildet und die zwei inneren Ringe sind aus den 7 β-Untereinheiten (Kopp et al., 1993) zusammengesetzt. Auf den β-Untereinheiten befinden sich die katalytischen Zentren, die in das Innere des proteasomalen Kompartiments gerichtet sind. Die α- Untereinheiten formen an den beiden Enden eine zentrale Öffnung, die mit einem Durchmesser von 13 Å vermutlich nur den Zugang von entfalteten Polypeptidketten zulässt (Lupas et al., 1993). Das Proteasom besitzt mindestens fünf verschiedene peptidspaltende Aktivitäten. Künstliche Peptidsubstrate werden an der Carboxylseite von hydrophoben (Chymotrypsin-ähnliche Aktivität), von basischen (Trypsin-ähnliche Aktivität) und von sauren (Peptidyl-Glutamyl-Peptid-spaltende Aktivität) Aminosäuren gespalten (Rivett et al., 1989; Orlowski et al., 1990). Darüber hinaus ist die BrAAP-Aktivität (Spaltung nach verzweigten Aminosäuren) und die SNAAP-Aktivität (Spaltung nach kleinen neutralen Aminosäuren) beschrieben (Orlowski et al., 1993). Es gibt eine Reihe von Inhibitoren, die die hydrolytische Aktivität des 20S Proteasoms in vivo wie auch in-vitro hemmen. Sehr spezifisch wirkt Lactacystin. Die in wässriger Lösung als Lacton vorliegende Substanz modifiziert die katalytisch aktiven Threoninreste der entsprechenden Untereinheiten (Cerundolo et al., 1997; Craiu et al., 1997).

1.3 Das Proteasom-System

Das Proteasom-System prozessiert virale Antigene und ist daher für die Abwehr viraler Infektionen von großer Bedeutung (Jonathan et al., 1999; Stoltze et al., 2000; Kloetzel, 2001). Der proteolytische Kern des Proteasom-Systems ist das 20S Proteasom, eine multikatalytische Protease, die in allen Organismen von Archaebakterien bis zu Mammaliazellen nachgewiesen wurde (Baumeister et al., 1998). Es ist im Zytoplasma, am ER und im Zellkern lokalisiert. Als zentraler Bestandteil des Ubiquitin-abhängigen Proteinabbauweges ist es am Abbau vieler zellulärer Proteine beteiligt (Rock et al., 1994). Die Substrate des Ubiquitin-Proteasom-Systems sind zumeist Proteine, die als Regulatoren in verschiedensten zellulären Prozessen, wie z.B. im Metabolismus (Bercovich et al., 1993), bei der Transkription (Treier et al., 1994; Palombella et al., 1994), und der Zellzykluskontrolle (Seufert et al., 1995) fungieren. Außerdem werden falsch gefaltete Proteine abgebaut (Hiller et al., 1996). Das Proteasom ist an der Generierung der Epitope beteiligt, die durch MHC Klasse I (Major Histocompatibility Complex) -Moleküle präsentiert werden (Momburg et al., 1998). In eukaryotischen Zellen besteht das 20S Proteasom aus 7 verschiedenen α- und 7 verschiedenen β-Untereinheiten. Der Komplex ist aus vier heptameren Ringen (α1-7, β1-7, β1-7, α1-7) aufgebaut. Die beiden äußeren Ringe des Enzymkomplexes werden aus den 7 α-Untereinheiten gebildet und die zwei inneren Ringe sind aus den 7 β-Untereinheiten (Kopp et al., 1993; Lupas et al., 1993) zusammengesetzt. Auf den β-Untereinheiten befinden sich die katalytischen Zentren, die in das Innere des proteasomalen Kompartiments gerichtet sind. Die α-Untereinheiten formen an den beiden Enden eine zentrale Öffnung, die mit einem Durchmesser von 13 Å vermutlich nur den Zugang von entfalteten Polypeptidketten zulässt (Löwe et al., 1995). Das Proteasom besitzt mindestens fünf verschiedene peptidspaltende Aktivitäten. Künstliche Peptidsubstrate werden an der Carboxylseite von hydrophoben (Chymotrypsin-ähnliche Aktivität), von basischen (Trypsin-ähnliche Aktivität) und von sauren (Peptidyl-Glutamyl-Peptid-spaltende Aktivität) Aminosäuren gespalten (Rivett, 1989; Orlowski, 1990). Darüber hinaus sind die BrAAP-Aktivität (Spaltung nach verzweigten Aminosäuren) und die SNAAP-Aktivität (Spaltung nach kleinen neutralen Aminosäuren) beschrieben (Orlowski et al., 1993). Es gibt eine Reihe von Inhibitoren, die die hydrolytische Aktivität des 20S Proteasoms in vivo wie auch in vitro hemmen. Sehr spezifisch wirkt Lactacystin. Die in wässriger Lösung als Lacton vorliegende Substanz modifiziert die katalytisch aktiven Threoninreste der entsprechenden

[Seite 4]

Untereinheiten (Cerundolo et al., 1997; Craiu et al., 1997).

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

[4.] Mi/Fragment 016 02 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 19:26:37 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 16, Zeilen: 2-6
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 5, Zeilen: 24-28
Das c-Jun ist ein Mitglied der Activating Protein 1 (AP-1) Familie (Karin et al., 1997). Die Proteine der AP-1-Familie sind in der Lage, die Transkription bestimmter Gene durch die Bindung an spezielle DNA-responsive elements zu induzieren. Während die Expression von c-Jun durch verschiedene extrazelluläre Stimuli erhöht wird, ist dessen intrazelluläre Stabilität durch das Proteasom-System Ubiquitin-abhängig reguliert (Jariel-Encontre et al., 1995). Das c-Jun ist ein Mitglied der AP-1-Familie (Karin et al., 1997). Die Proteine der AP-1 Familie sind in der Lage, die Transkription bestimmter Gene durch die Bindung an spezielle DNA-responsive elements zu induzieren. Die Expression von c-Jun wird durch verschiedene extrazelluläre Stimuli erhöht. Die intrazelluläre Stabilität von c-Jun wird durch das Proteasom-System Ubiquitin-abhängig reguliert (Jariel-Encontre et al., 1995).
Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

[5.] Mi/Fragment 025 04 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 13:56:21 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 25, Zeilen: 4-9, 19-27
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 9, 16, 17, Zeilen: 9: 10ff; 16: letzter Absatz; 17: 1ff
Die Template-DNA und die Oligonukleotide wurden vor der PCR 3 min bei 95°C denaturiert. Es wurden folgende PCR-Bedingungen gewählt: 1 min, 95°C; 45 sec, 52°C; 45 sec, 72°C; 33 Zyklen; 5 min, 72°C. Um die gewünschten amplifizierten Fragmente von sonstiger DNA im PCR-Ansatz zu trennen, wurde der gesamte Reaktionsansatz auf ein präparatives 1%iges TAE-Agarosegel aufgetragen. Die entsprechenden DNA-Fragmente wurden ausgeschnitten und mit einem Gel-Extraktions-Kit von QIAGEN isoliert.

4.2.2 Durchführung von Proteaseassays mit fluorogenen Substraten, kinetische Untersuchungen mit dem 20S Proteasom

Substratpuffer: 50 mM Tris pH 7,5

25 mM KCl

10 mM NaCl

1 mM MgCl2

0,1 mM EDTA 1 mM DTT, frisch zugesetzt

Stammlösung des Peptidsubstrats: 4 mM Suc-Leu-Leu-Val-Tyr-AMC in DMF gelöst

Die Assays wurden in der Regel in 100 μl Substratpuffer mit 0,1 μg 20S Proteasom und 100 μM Peptidsubstrat (Endkonzentration) durchgeführt. Es wurden schwarze 96-Lochplatten verwendet. Die Fluoreszenz der vom Substrat abgespaltenen Gruppe (AMC: 7-Amido- Methylcumarin) wurde mit dem „Fluostar STL“ oder „Fluoroscan II“ (Labsystems) bei einer Exzitation von 390 nm und einer Emission von 460 nm bei Raumtemperatur (RT) oder bei 37°C gemessen. Der „Gain“ betrug 20, die Anzahl der „Blitze“ 10. Die Fluoreszenz wurde in ΔF/min angegeben.

1. Titration ansteigender Mengen von Tat-Peptiden gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

[Seite 9]

Die Template-DNA (GST-Tat Konstrukt von NIH AIDS Reagent Program, USA) und die Oligonukleotide wurden vor der PCR 3 min bei 95°C denaturiert. Es wurden folgende PCR-Bedingungen gewählt: 1 min, 95°C; 45 sec, 52°C; 45 sec, 72°C; 33 Zyklen; 5 min, 72°C. Um die gewünschten amplifizierten Fragmente von sonstiger DNA im PCR-Ansatz zu trennen, wurde der gesamte Reaktionsansatz auf ein präparatives 1%iges TAE-Agarosegel aufgetragen. Die entsprechenden DNA-Fragmente wurden ausgeschnitten und mit einem Gel-Extraktions-Kit von QIAGEN isoliert.

[Seite 16]

2.2.22 Durchführung von Proteaseassays mit fluorogenen Substraten

Substratpuffer:

50 mM Tris pH 7,5

25 mM KCl

10 mM NaCl

1 mM MgCl2

0,1 mM EDTA

1 mM DTT, frisch zugesetzt

Stammlösung des Peptidsubstrats: 4 mM Suc-Leu-Leu-Val-Tyr-AMC in DMF gelöst

Die Assays wurden in der Regel in 100 μl Substratpuffer mit 0,1 μg 20S Proteasom und 100 μM Peptidsubstrat (Endkonzentration) durchgeführt. Es wurden schwarze 96-Lochplatten verwendet. Die Fluoreszenz der vom Substrat abgespaltenen Gruppe (AMC) wurde mit dem „Fluostar STL“ oder „Fluoroscan II“ (Labsystems) bei einer Exzitation von 390 nm und einer Emission von 460 nm bei RT oder bei 37°C gemessen. Der „Gain“ betrug 20, die Anzahl der „Blitze“ 10. Die Fluoreszenz

[Seite 17]

wurde in ΔF/min angegeben.

1. Titration ansteigender Mengen von Tat-Peptiden gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Material und Wirkstofflisten werden aufgeführt.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[6.] Mi/Fragment 026 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-31 21:27:50 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 26, Zeilen: 1ff (komplett)
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 17, Zeilen: 4ff
0,1 μg 20S Proteasom wurden mit je 0, 0,15625, 0,3125, 0,625, 1,25, 2,5, 5, und 10 μg/ml der Tat-Peptide 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluoroscan II“ (Labsystems) bei 37°C gemessen.

2. Titration ansteigender Mengen von Tat-Peptiden gegen eine konstante Menge des nativen 11S Regulators und des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,16 μg nativer 11S Regulator wurden mit 200, 100, 50, 25, 12,5, 6,25, 3,125 und 0 μg/ml der Tat-Peptide 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluoroscan II“ (Labsystem) bei 37°C gemessen.

3. Titration ansteigender Mengen von REGαwt oder REGαm gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 120, 60, 30, 15, 7,5, 3,75, 1,8725 und 0 μg/ml REGαwt oder REGαm 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

4. Titration ansteigender Mengen von REGαwt/REGβ oder REGαm/REGβ gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 20, 10, 05, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3125 und 0 μg/ml REGαwt und REGβ oder REGSαm und REGβ 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

5. Titration ansteigender Mengen von REGαwt gegen eine konstante Menge der REGαwt/REGβ und des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,3 μg REGαwt, 0,3 μg REGβ wurden mit 30, 20, 16, 8, 4, 2, 1, 0,5 und 0 μg/ml REGαwt 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

6. Titration ansteigender Mengen von REGαm gegen eine konstante Menge der REGαwt/REGβ und das 20S Proteasom.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,3 μg REGαwt, 0,3 μg REGβ wurden mit 30, 20, 16, 8, 4, 2, 1, 0,5 und 0 μg/ml REGαm 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

7. Titration ansteigender Mengen der Tat-Peptide gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit je 10, 5, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3125, 0,15625 und 0 μg/ml der Tatpep1, Tatpep2, Tatpep3 und Tatpep4 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluoroscan II“ (Labsystems) bei 37°C gemessen.

2. Titration ansteigender Mengen von Tat-Peptiden gegen eine konstante Menge des nativen 11S Regulators und des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,16 μg nativer 11S Regulator wurden mit 200, 100, 50, 25, 12,5, 6,25, 3,125 und 0 μg/ml Tatpeptide 1, 2, 3 und 4 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluoroscan II“ (Labsystem) bei 37°C gemessen.

3. Titration ansteigender Mengen von REGαwt oder REGαm gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 120, 60, 30, 15, 7,5, 3,75, 1,8725 und 0 μg/ml REGαwt oder REGαm 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

4. Titration ansteigender Mengen von REGαwt/REGβ oder REGαm/REGβ gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 20, 10, 05, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3125 und 0 μg/ml REGαwt und REGβ oder REGSαm und REGβ 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

5. Titration ansteigender Mengen von REGαwt gegen eine konstante Menge der REGαwt/REGβ und des 20S Proteasoms.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,3 μg REGαwt, 0,3 μg REGβ wurden mit 30, 20, 16, 8, 4, 2, 1, 0,5 und 0 μg/ml REGαwt 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

6. Titration ansteigender Mengen von REGαm gegen eine konstante Menge der REGαwt/REGβ und das 20S Proteasom.

0,1 μg 20S Proteasom und 0,3 μg REGαwt, 0,3 μg REGβ wurden mit 30, 20, 16, 8, 4, 2, 1, 0,5 und 0 μg/ml REGαm 60 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

7. Titration ansteigender Mengen der Tatpeptide gegen eine konstante Menge des 20S Proteasoms.

Anmerkungen

Hat "Kochrezeptcharakter", ist aber vollständig übernommen, ohne Quellenangabe. Lediglich die Angaben zu μg/ml sind im umgekehrter Reihenfolge.

Sichter
(Hindemith) (WiseWoman), Klicken

[7.] Mi/Fragment 027 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 16:30:12 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, KomplettPlagiat, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop

Typus
KomplettPlagiat
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 27, Zeilen: 1-12
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 17, 18, Zeilen: 17: letzter Absatz; 18: 1ff
0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 10, 5, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3125, 0,15625 und 0 μM/ml Tatpeptide 1, 2 und 5 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

Die Daten wurden nach folgender Formel analysiert:

Mi 27a diss.png

Dabei wurden für das Tat-Protein und den 11S Regulator zwei Bindungsstellungen am 20S Proteasom angenommen. Die Bedeutungen der kinetischen Konstanten Vmax1, Vmax2, K1 und K2 sind durch folgende Gleichungen erklärt:

Mi 27b diss.png

0,1 μg 20S Proteasom wurden mit 10, 5, 2,5, 1,25, 0,625, 0,3125, 0,15625 und 0 μM/ml Tatpeptide 1, 2 und 5 30 min bei 37°C vorinkubiert. Anschließend wurde das Peptidsubstrat zugegeben und die Fluoreszenz mit dem „Fluostar STL“ bei RT gemessen.

[Seite 18]

Die Daten wurden nach folgender Formel analysiert:

Mi 27a source.png

Dabei wurden für das Tat-Protein und den 11S Regulator zwei Bindungsstellungen am 20S Proteasom angenommen. Die Bedeutungen der kinetischen Konstanten Vmax1, Vmax2, K1 und K2 sind durch folgende Gleichungen erklärt:

Mi 27b source.png

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt. Beide Arbeiten verwenden ein Vmax, das nirgendwo definiert ist.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[8.] Mi/Fragment 029 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 14:02:27 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 29, Zeilen: 1-14
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 13, Zeilen: 16ff
4.2.6 Lyse der Zellen

Mi 29a diss.png

Das Medium wurde zunächst entfernt und die Zellen mit 1 x PBS gewaschen und 10 min auf Eis inkubiert. Der eisgekühlte Lysepuffer wurde zugegeben, und mit einem Schaber wurden die Zellen gesammelt. Auf Eis wurden die Zelllysate mit einer 21-gauge Spritze 6-mal angesaugt und 10 min bei 17 000 x g und 4°C zentrifugiert. Die Überstände wurden mit 4 x Proben-Puffer 5 min lang gekocht. Die Proben wurden entweder bei 4°C gelagert oder sofort auf das SDS-Gel aufgeladen. Die gleichen Überstände wurden auch für die nicht-denaturierende Gelelektrophorese oder die Immunopräzipitation verwendet.

2.2.13 Lyse der Zellen

Mi 29a source.png

Das Medium wurde zunächst entfernt und die Zellen mit 1 x PBS gewaschen und 10 min auf Eis inkubiert. Das eisgekühlte Lysispuffer wurde zugegeben, und mit einem Schaber wurden die Zellen gesammelt. Auf Eis wurden die Zelllysate mit einer 21-Spritze 6 mal angesaugt und 10 min bei 17000 x g und 4°C zentrifugiert. Die Überstände wurden mit 4 x Proben-Puffer (Firma Roth) 5 min lang gekocht. Die Proben wurden entweder bei 4°C gelagert oder sofort auf das SDS-Gel aufgeladen. Die gleichen Überstände wurden auch für die Nicht-denaturierende Gelelektrophorese oder die Immunopräzipitation verwendet.

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[9.] Mi/Fragment 030 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 14:27:57 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 30, Zeilen: 1ff (komplett)
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 14, Zeilen: 6ff
4.2.7 Nicht-denaturierende Gelelektrophorese

Die nicht-denaturierende Gelelektrophorese wurde mit dem Phast-System von Pharmacia durchgeführt. Es wurden Gradientengele von 4-15% Acrylamid genutzt. Folgende Laufbedingungen wurden gewählt: 300 Vh bei 10 V, 0,1 mA, 1 W, 4°C.

4.2.8 Dichtegradientenzentrifugation

Mit einem Gradientenmischer wurde ein kontinuierlicher Gradient von 10-40% Glycerin in Beckman SW40-Zentrifugenröhrchen gegossen. 0,3-0,5 ml Proben wurden auf den Gradienten geschichtet und bei 40 000 rpm im Beckman SW40-Rotor für 16 h bei 4°C zentrifugiert. Der Gradient wurde von oben nach unten in 600-800 μl Fraktionen aliquotiert. Die Proteine der Fraktionen wurden mit TCE präzipitiert.

4.2.9 SDS-PAGE Gelelektrophorese

Lösungen:

4 x Sammelgelpuffer: 250 mM Tris HCl pH 6,8, 0,8% SDS

4 x Trenngelpuffer: 150 mM Tris HCl, pH 8,8, 0,4% SDS

Elektrophoresepuffer: 25 mM Tris, 190 mM Glycerin, 0,1% SDS

Die Proben wurden in 4 x SDS-PAGE-Probenpuffer aufgenommen, 5 min bei 95°C im Heizblock erhitzt und anschließend 3 min bei 14000 rpm zentrifugiert. Um die Proteinmengen auszugleichen, erfolgte zuvor über die photometrische Absorptionsmessung bei 280 nm die Bestimmung der Proteinkonzentrationen. Für den Lauf durch das Sammelgel wurde eine Spannung von 70V angelegt und beim Übergang der Proteine ins Trenngel wurde die Spannung auf 140V erhöht. Die gesamte Elektrophorese dauerte, in Abhängigkeit der Gelkonzentration, 1-1,5 h.

4.2.10 Western Blot

Blotpuffer: 14,4 g Glycerin, 3,04 g Tris, auf 1 Liter H2O Waschpuffer (PBS-T): 140 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 1,8 mM KH2PO4, pH 7,3 und 0,1% Tween-20

2.2.15 SDS-PAGE Elektrophorese

Lösungen:

4 x Sammelgelpuffer: 250 mM Tris HCl pH 6,8, 0,8% SDS

4 x Trenngelpuffer: 150 mM Tris HCl, pH 8,8, 0,4% SDS

Elektrophoresepuffer: 25 mM Tris, 190 mM Glycerin, 0,1% SDS

Die Proben wurden in 4 x SDS-PAGE-Probenpuffer aufgenommen, 5 min bei 95°C im Heizblock erhitzt und anschließend 3 min bei 14000 rpm zentrifugiert. Um die Proteinmengen auszugleichen, wurden die Proben zuerst im Photometer bei der OD280 gemessen. Für den Lauf durch das Sammelgel wurde eine Spannung von 70V angelegt und beim Übergang der Proteine ins Trenngel wurde die Spannung auf 140V erhöht.

2.2.16 Nicht-denaturierende Gelelektrophorese

Nicht-denaturierende Gelelektrophorese wurde mit dem Phast-System von Pharmacia durchgeführt. Es wurden Gradientengele von 4-15% Acrylamid genutzt. Folgende Laufbedingungen wurden gewählt: 300 Vh bei 10 V, 0,1 mA, 1 W, 4°C.

2.2.17 Dichtegradientenzentrifugation

Mit einem Gradientenmischer wurde ein kontinuierlicher Gradient von 10-40% Glycerin in Beckman SW40-Zentrifugenröhrchen gegossen. 0,3-0,5 ml Proben wurden auf den Gradienten geschichtet und bei 40000 rpm im Beckman SW40-Rotor für 16 h bei 4°C zentrifugiert. Der Gradient wurde von oben nach unten in 600-800 μl Fraktionen aliquotiert. Die Proteine der Fraktionen wurden mit TCE präzipitiert.

2.2.18 Western Blot

Blotpuffer: 14,4 g Glycerin, 3,04 g Tris, auf 1 Liter H2O Waschpuffer (PBS-T): 140 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 1,8 mM KH2PO4, pH 7,3 und 0,1% Tween-20

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[10.] Mi/Fragment 031 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 19:17:25 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 31, Zeilen: 1ff (komplett)
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 15, Zeilen: 1-28
Nach der SDS-PAGE wurden die aufgetrennten Proteine elektrophoretisch (120 mA bei 4°C über Nacht oder 200mA bei Raumtemperatur 2h) auf Nitrocellelose-Membranen überführt und immunochemisch getestet. Die Membran wurde zuerst mit Ponceau S gefärbt und dann mit 5% Milch (in PBS-T) 1-2 h blockiert. Danach erfolgte die Inkubation mit dem geeigneten Antikörper (anti-c-Jun oder anti-SP1). Die Detektion der Proteine erfolgte mit dem BMChemiluminescence ECL-Kit nach der Vorschrift von Boehringer. Die Röntgenfilme (XDS, XAR von KODAK) wurden in dem Entwicklerautomat „Hyperprocessor“ (Amersham) entwickelt.

4.2.11 Immunpräzipitation (IP)

Mi 31a diss.png

Um unspezifische Bindungen zu beseitigen, wurden die Überstände (ca. 300 μl) der Zelllysate zunächst mit Protein A-Agarose (30 μl) vorinkubiert (1 h, 4°C, auf dem Schüttler). Nach dem Zentrifugieren (1 min 14000 rpm) wurden die Antikörper (1-3 μg anti-C2 oder anti-S4) zu den Überständen zugegeben und inkubiert (1 h, 4°C, auf dem Schüttler). Danach wurden zu dem Gemisch 60 μl Protein A-Agarose zugegeben und über Nacht bei 4°C unter Schütteln inkubiert. Nachdem [sic] Zentrifugieren (1 min 14000 rpm) wurden die Überstände vorsichtig mit einer Absaugpumpe entfernt. Anschließend wurde 1 ml IP-Puffer zugesetzt und 5 min bei 4°C geschüttelt. Dieser Schritt wurde 5-mal wiederholt. Anschließend wurden 20 μl Proben-Puffer zugegeben und 5 min gekocht. Nach dem Zentrifugieren wurden die Proben auf die SDS-Gele aufgetragen und dann der Western Blot mit dem anti-Flag Antikörper durchgeführt.

4.2.12 Bestimmung der Proteinkonzentration

Der Protein-Assay ist eine Modifikation der Proteinbestimmung nach Bradford (Bradford et al., 1976). Zu 200 μl Probe wurden 800 μl Bio-Rad-Lösung zugegeben und gut durchmischt. Für die Erstellung einer Eichkurve wurden BSA-Lösungen mit Konzentrationen von 2, 5, 10, [20 und 50 μg/ml vermessen.]

Nach der SDS-PAGE wurden die aufgetrennten Proteine elektrophoretisch (120 mA bei 4°C über Nacht oder 200mA bei RT 2h) auf Nitrocellelose-Membranen überführt und immunochemisch getestet. Die Membran wurde zuerst mit Ponceau S gefärbt und dann mit 5% Milch (in PBS-T) 1-2 h blockiert. Danach erfolgte die Inkubation mit dem geeigneten Antikörper. Die Detektion der Proteine erfolgte mit dem BM-Chemiluminescence ECL-Kit nach der Vorschrift von Boehringer. Die Röntgenfilme (XDS, XAR von KODAK) wurden in der Entwicklerautomaten „Hyperprocessor“ (Amersham) entwickelt.

2.2.19 Immunpräzipitation (IP)

Mi 31a source.png

Um unspezifische Bindungen zu beseitigen, wurden die Überstände (ca. 300 μl) der Zelllysate zunächst mit Protein A-Agarose (30 μl) vorinkubiert (1 h, 4°C, auf dem Schüttler). Nach dem Zentrifugieren (1 min 14000 rpm) wurden die Antikörper (1-3 μg anti-C2 oder anti-S4) zu den Überständen zugegeben und inkubiert (1 h, 4°C, auf dem Schüttler). Danach wurden zu dem Gemisch 60 μl Protein A-Agarose zugegeben und über Nacht bei 4°C unter Schütteln inkubiert. Nachdem dem Zentrifugieren (1 min 14000 rpm) wurden die Überstände vorsichtig mit einer Absaugpumpe entfernt. Anschließend wurde 1 ml IP-Puffer zugesetzt und 5 min bei 4°C geschüttelt. Diese [sic] Schritt wurde 5 mal wiederholt. Anschließend wurden 20 μl 1 x Proben-Puffer zugegeben und 5 min gekocht. Nach dem Zentrifugieren wurden die Proben auf die SDS-Gele aufgetragen und dann Western Blot mit dem anti-Flag Antikörper durchgeführt.

2.2.20 Bestimmung der Proteinkonzentration

Der Protein-Assay ist eine Modifikation der Proteinbestimmung nach Bradford (1976). Zu 200 μl Probe wurden 800 μl Bio-Rad-Lösung zugegeben und gut durchmischt. Für die Erstellung einer Eichkurve wurden BSA-Lösungen mit Konzentrationen von 2, 5, 10, 20 und 50 μg/ml vermessen.

Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

[11.] Mi/Fragment 032 01 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 19:29:27 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, KomplettPlagiat, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop

Typus
KomplettPlagiat
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 32, Zeilen: 1-4
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 15, Zeilen: 29-32
Die Messungen wurden in Einweg-Acryl-Küvetten bei einer Wellenlänge von 590 nm gegen Wasser durchführt. Die Differenz aus dem Messwert bei 590 nm wurde gegen die eingesetzte Proteinmenge der entsprechenden Eichlösung aufgetragen und die Proteinmenge der Probe anhand der Eichgeraden ermittelt. Die Messungen wurden in Einweg-Acryl-Küvetten bei einer Wellenlänge von 590 nm gegen Wasser durchführt. Die Differenz aus dem Messwert bei 590 nm wurde gegen die eingesetzte Proteinmenge der entsprechenden Eichlösung aufgetragen und die Proteinmenge der Probe anhand der Eichgeraden ermittelt.
Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Die Übernahme beginnt auf der Vorseite.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

[12.] Mi/Fragment 037 03 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-30 14:44:54 WiseWoman
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 37, Zeilen: 2-24
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 2, 21, 22, Zeilen: 2: 16ff; 21: letzter Abschnitt; 22: 1ff
5 Ergebnisse

5.1 Die basische Domäne des Tat-Proteins

Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert (Neuveut et al., 1996). Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren von einem weiteren Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 funktionellen Domänen (Abb. 6) (Huang et al., 2002): einer N-terminalen, einer Cystein-reichen, einer Kern-, einer basischen und einer C-terminalen Region.

Um die Wirkung der Tat-Region 37-72 auf das Proteasom besser untersuchen zu können, wurde ein Tat-Peptid 37-72 synthetisiert (Tatpep1). Außerdem wurden veränderte Versionen von Tatpep1 synthetisiert und ihre Wirkung getestet. In Tatpep2 wurde die basische Domäne (AA 49-57) deletiert. Tatpep3 hat eine Deletion des C-terminalen Bereichs von Tatpep1. In Tatpep4 wurde die Kern-Region deletiert (Abb. 7). Die Tat-Peptide 1-4 wurden mit isoliertem 20S Proteasom getestet. 0,1 μg 20S Proteasom wurden mit unterschiedlichen Konzentrationen der vier Tat-Peptide 30 min bei 37°C vorinkubiert. Mit Hilfe von fluorogenen Substraten lässt sich die Inhibition des 20S Proteasoms durch die Tat-Peptide im in vitro-System untersuchen. Die Freisetzung der fluoreszierenden Substanz AMC ist Maß für die Aktivität des 20S Proteasoms. Suc-Leu-Leu-Val-Tyr-AMC ist ein Substrat der Chymotrypsin-ähnlichen Aktivität des Proteasoms. Das vollständige Tat-Protein wurde als positive Kontrolle benutzt. Zur Berechnung der kinetischen Parameter wurde ein Modell verwendet, das von zwei Bindungsstellen des Tat-Proteins am 20S Proteasom ausgeht. Aus den Hemm-Kurven und den kinetischen Parametern (Abb. 7) ist ersichtlich, dass der Hemmeffekt des Tatpep1 auf das 20S Proteasom sehr ähnlich des vollständigen Tat-Proteins ist. Durch die Deletion der basischen Domäne ging die Hemmung verloren, während die Deletion des C-terminalen und des Kern-Bereichs wenig Einfluß hatten (Abb. 7).

[Seite 2]

Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert. Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren vom zweiten Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 Domänen; einer N-Terminalen-, einer Cystein-reichen-, einer Kern-, einer Basischen und einer C-Terminalen- Region.

[Seite 21]

3.2 Die basische Domäne des Tat-Proteins spielt bei der Inhibition des 20S Proteasoms eine entscheidende Rolle

Um die Wirkung der Tat-Region 37-72 auf das Proteasom besser untersuchen zu können, wurde ein Tat-Peptid 37-72 synthetisiert (Tatpep1). Außerdem wurden veränderte Versionen von Tatpep1

[Seite 22]

synthetisiert und ihre Wirkung getestet. In Tatpep2 wurde die basische Domäne (AA 49-57) deletiert. Tatpep3 hat eine Deletion des C-terminalen Bereichs von Tatpep1. In Tatpep4 wurde die Kern-Region deletiert (siehe Abb. 3.2A). Die Tat-Peptide 1-4 wurden mit isoliertem 20S Proteasom getestet. 0,1 μg 20S Proteasom wurden mit unterschiedlichen Konzentrationen der vier Tat-Peptide 30 min bei 37°C vorinkubiert. Mit Hilfe von fluorogenen Substraten lässt sich die Inhibition des 20S Proteasoms durch die Tat-Peptide im in vitro-System untersuchen. Die Freisetzung der fluoreszierenden Substanz AMC ist Maß für die Aktivität des 20S Proteasoms. Suc-Leu-Leu-Val-Tyr-AMC ist ein Substrat der Chymotrypsin-ähnlichen Aktivität (Schnitt nach hydrophoben Aminosäuren) des Proteasoms. Das vollständige Tat-Protein wurde als positive Kontrolle benutzt. Zur Berechnung der kinetischen Parameter wurde ein Modell verwendet, dass von zwei Bindungsstellen des Tat-Proteins am 20S Proteasom ausgeht. Aus den Hemm-Kurven und den kinetischen Parametern (Abb. 3.2B) ist ersichtlich, dass der Hemmeffekt des Tatpep1 auf das 20S Proteasom sehr ähnlich wie dem vollständigen Tat-Proteins ist. Durch die Deletion der basischen Domäne ging die Hemmung verloren, während die Deletion des C-terminalen und des Kern-Bereichs wenig Einfluß hatten.

Anmerkungen

Ein Verweis wird am Anfang gegeben, jedoch auf eine andere Publikation von Huang zusammen mit Huangs Doktorvater und andere Forscher aus 2002. Dort dann nicht dieser Wortlaut stehten, weil der Aufsatz auf Englisch ist.

Sichter
(Hindemith), WiseWoman

[13.] Mi/Fragment 055 04 - Diskussion
Zuletzt bearbeitet: 2014-08-25 19:30:28 Singulus
Fragment, Gesichtet, Huang 2002, Mi, SMWFragment, Schutzlevel sysop, Verschleierung

Typus
Verschleierung
Bearbeiter
Hindemith
Gesichtet
Yes.png
Untersuchte Arbeit:
Seite: 55, Zeilen: 4-12
Quelle: Huang 2002
Seite(n): 2, Zeilen: 16-23
Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert (Neuveut et al., 1996). Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren von einem weiteren Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 funktionellen Domänen, einer N-terminalen-, einer Cystein-reichen-, einer Kern-, einer basischen- und einer C-terminalen Region. Die basische Region enthält die RNA-Bindungsdomäne und ein NLS (Nuclear Localization Signal). Außerdem ist sie zuständig für die Aufnahme von Tat in die Zelle durch die zelluläre Membran. Im Gegensatz dazu bindet die Cystein-reiche Region unspezifisch an zahlreiche Komplexe und ist für die Oligomerisierung des Tat-Proteins verantwortlich (Rana et al., 1999). Das 86-Aminosäuren-Tat-Protein wird von zwei Exons kodiert. Die ersten 72 Aminosäuren werden von dem ersten Exon kodiert, die übrigen 14 C-terminalen Aminosäuren vom zweiten Exon. Das Tat-Protein besteht aus 5 Domänen; einer N-Terminalen-, einer Cystein-reichen-, einer Kern-, einer Basischen und einer C-Terminalen- Region. Die basische Region enthält die RNA-Bindungsdomäne und ein NLS (Nuclear Localization Signal). Außerdem ist sie zuständig für den freien Durchgang durch die zelluläre Membran. Im Gegensatz dazu bindet die Cystein-reiche Region unspezifisch an viele Komplexe und ist für die Oligomerisierung des Tat-Proteins zuständig (Rana et al., 1999).
Anmerkungen

Ein Verweis auf die Quelle fehlt.

Sichter
(Hindemith) Agrippina1

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